2. 河北医科大学第四医院骨科
2. Department of Osteology, The Fourth Affi liated Hospital of Hebei Medical University
骨肉瘤(osteosarcoma,OS)是骨组织最常见的原发性恶性肿瘤,恶性度很高并且青少年多发。目前骨肉瘤的治疗主要是新辅助化疗和手术,其5年生存率仍然维持在60%~70%水平,无明显提高。这主要是因为对骨肉瘤的发病机制尚不清楚所致[1]。近年来分子生物学及遗传学对骨肉瘤的发病机制研究提供了帮助,本文将对骨肉瘤发病机制的研究进展作一简要综述。1 骨生长和肿瘤发生
骨肉瘤好发于生长快的骨组织。研究表明青春期骨生长过快和骨肉瘤发生有关[2]。骨肉瘤男女之比为1.5:1,骨肉瘤患者在同年龄组人群中相对较高[3]。56%的骨肉瘤发生在膝关节周围,可能和青春期股骨远端及胫骨近端的骨骺快速生长有关;女性骨肉瘤发病高峰稍早于男性,这也许与女性生长高峰相对较早有关[4];另外Paget病患者以骨的过度形成与破坏为特点,同样也具有较高的骨肉瘤发病率[1]。2 骨肉瘤发生机制2.1 染色体异常
一系列的染色体遗传综合征都和骨肉瘤发生有关,例如布卢姆综合征(Bloom syndrome)、罗特穆德-汤普森综合征(Rothmund-Thompson syndrome)、维尔纳综合征(Wer ner Syndrome)、李弗劳明综合征(Li-Fraumeni syndrome)和遗传型视网膜母细胞瘤[5],其中Bloom、RothmundThompson和Wer ner综合征以RecQue解旋酶家族基因缺失为特点。DNA复制前双螺旋的解开依赖于DNA解旋酶,这些基因突变增加了多发恶性肿瘤的风险。
近来对治疗前活检标本的研究[6]证实,同源染色体6p21、8q24、12q14扩增以及10q21.1杂合子丢失是骨肉瘤最常见的基因突变类型,另外染色体9、10、13和17丢失以及1号染色体增添也和骨肉瘤的发生有关。2.2 抑癌基因异常
DNA损伤可以导致细胞恶变,但由于体内存在许多抑癌基因,所以很少进展成肿瘤,p53和Rb基因就是其中两个重要抑癌基因,p53通过激活促凋亡基因Bax和p21来发挥抑癌作用。但是抑癌基因可发生突变从而失去保护功能,使突变的体细胞分裂失控,p53和Rb基因突变都被证明和骨肉瘤发病机理有关[4]。
50%的癌症和22%的骨肉瘤中都存在p53基因突变[6]。p53突变涉及到骨肉瘤的发生。Ganjavi等[7]用缺失p53基因的骨肉瘤SaOS-2细胞系发现,野生型p53基因经腺病毒介导转染骨肉瘤细胞后能降低细胞活性并增加对化学制剂的敏感度。在高度恶性的骨肉瘤中p53突变比在低度恶性的骨肉瘤中更普遍[8]。Hu等[9]研究发现,p53在低Rosen分级骨肉瘤(Rosen 1级:<50%坏死;2级:50%~90%坏死;3级:>90%坏死;4级:100%坏死;1+2级为低度恶性;3+4级为高度恶性)中高表达,说明p53可减少骨肉瘤转移,提高生存率。
Rb基因突变也与骨肉瘤的发生有关。Rb基因是控制细胞周期的关键基因,Rb蛋白通过结合转录因子E2F调节细胞周期。无论是胚系细胞还是体细胞的Rb基因突变都能促进骨肉瘤的发生,丢失Rb基因是骨肉瘤的高危家族因素。Rb基因突变或缺失使细胞异常增殖,从而导致肿瘤发生[10]。在化学治疗方面,Iida等[11]发现缺乏Rb基因的骨肉瘤SaOS-2细胞系对甲氨蝶呤的敏感度低。2.3 转录因子
转录是遗传信息从双链DNA到单链mRNA的过程,转录因子能促进启动子和特定基因结合进行翻译。转录的调节通常是很保守的,一旦反常就可能引起骨肉瘤或者其他肿瘤的发生。基因重排可导致转录因子产生过量或活性增加。
活化蛋白-1(AP-1)是转录的调节者,调节骨细胞增殖、分化和代谢。AP-1包含Fos和Jun蛋白,它们分别是原癌基因c-fos和c-jun编码的产物。与良性成骨细胞的损伤或低度恶性的骨肉瘤相比,在高度恶性的骨肉瘤中Fos和Jun显著上调,这和远处转移有关。实验发现c-fos和c-jun双转基因小鼠发展成为骨肉瘤的机率要比c-fos单转基因小鼠高[12]。Leaner等[13]研究发现,在鼠类骨肉瘤模型中抑制AP-1介导的转录能够减少骨肉瘤细胞浸润和转移。
原癌基因是一种转录因子,它在胞核中起作用,促进细胞生长和分裂。原癌基因扩增和骨肉瘤的发病及耐药性有关,在骨髓基质细胞中过量表达原癌基因可促进骨肉瘤发生发展[14]。在U2OS骨肉瘤细胞系变异种中,原癌基因扩增能够最大限度的抵制阿霉素,并且发现在SaOS-2耐甲氨蝶呤的变异种中也存在原癌基因扩增现象[15],下调原癌基因能够增强治疗耐甲氨蝶呤骨肉瘤的效果,因此目前原癌基因已经成为骨肉瘤治疗的靶点。在MG-63骨肉瘤细胞系中将反义原癌基因片段经腺病毒介导转染骨肉瘤细胞后能够导致细胞周期停滞和细胞凋亡[16]。Arvanitis等[17]发现原癌基因失活可引起骨肉瘤细胞增殖停滞并促进其分化,用正电子发射计算机断层扫描(PET)发现这些骨肉瘤细胞对18氟脱氧葡萄糖([18F]-FDG)摄取率降低,这表明原癌基因失活降低了骨肉瘤的代谢率。2.4 生长因子
骨肉瘤细胞通过自分泌和旁分泌产生一系列的生长因子并发挥作用。生长因子表达失调可加速细胞增殖,比如转化生长因子(TGF)、胰岛素样生长因子(IGF)和结缔组织生长因子(CTGF)失调,同时生长因子受体也会过量表达并激活,和这些受体相关的信号转导通路活性增强。
转化生长因子β(TGF-β)蛋白是一种细胞分泌的二聚体蛋白大家族,与其他许多生长因子一样,它们也广泛影响着细胞的生长代谢,如分化、增殖、凋亡和基质产生等。骨形态发生蛋白(BMPs)的形成需要大量TGF-β家族蛋白。高度恶性的骨肉瘤表达TGF-β1明显高于低度恶性的骨肉瘤。Navid等[18]发现当骨肉瘤细胞种植到存在TGF-β封闭抗体的细胞系后生长减缓约30%~50%;Hu等[19, 20]发现骨肉瘤易感和转移与TGFR1变异有关。骨肉瘤中IGF(胰岛素样生长因子)-Ⅰ和IGF-Ⅱ过量表达,它们结合相应的受体发挥特定的作用,例如结合IGF-1R,导致PI3K(磷脂酰肌醇-3激酶)和MAPK(丝裂原活化蛋白激酶)信号转导通路激活,促进细胞增殖、抑制细胞凋亡。慢病毒介导的胰岛素样生长因子受体(IGFR)-1的特异shRNA(short hairpin RNA)能够提高骨肉瘤细胞对多西他赛和顺铂的敏感度[21],另外用IGFR-1的单克隆抗体也能增强抗肿瘤效应[22, 23]。结缔组织生长因子(CTGF)和CCN(CTGF/Cyr61/Cef10/NOVH)家族的多种蛋白相关联,并通过整合蛋白信号通路发挥作用,促进骨肉瘤的黏附、转移、增殖和血管生成等。研究表明CTGF是SaOS-2细胞系增殖的刺激因子,可促进Ⅰ型胶原、碱性磷酸酶和骨桥蛋白表达[24]。另外CCN3过量表达和骨肉瘤不良预后有关。甲状旁腺激素(PTH)、甲状旁腺激素相关肽(PTHrP)和甲状旁腺激素受体(PTHR1)与骨肉瘤的进展及转移有关。PTHrP是骨肉瘤转移和高钙血症的体液因素,PTHrP和PTHR1在破骨活动的信号转导方面有一定作用,当HOS骨肉瘤细胞系过量表达PTHR1时可以直接促进骨肉瘤细胞增殖、活力和浸润。研究表明PTHrP能通过阻断p53和线粒体的细胞凋亡机制来提高骨肉瘤的耐药性,还能下调促凋亡基因Bax和PUMA并上调抑凋亡基因Bcl-2和Bcl-xl[25]。Berdiaki等[26]用MG-63和SaOS-2骨肉瘤细胞系发现PTH通过调节透明质酸酶代谢促进骨肉瘤细胞转移。2.5 WWOX
在骨内环境中WWOX(WW domain-containing oxidoreductase)失调可促成骨肉瘤。WWOX是多种蛋白的配偶体,包括EZRIN、ERBB4和RUNX2,参与骨肉瘤的发病。EZRIN是一种细胞骨架连接蛋白,在儿童骨肉瘤患者中高表达EZRIN可以增高复发风险。
WWOX可以和ERBB4受体的酪氨酸激酶相互作用。ERBB4受体分布于细胞的不同部位,其细胞内段能够抑制转录活性。ERBB4在细胞分化、增殖方面发挥着重要作用,在骨肉瘤细胞核内其细胞内段(p80)高表达,并且当骨肉瘤细胞中WWOX减少或缺失时,ERBB4的细胞内段在细胞核中就会大幅增加。
骨祖母细胞的增殖、分化、成熟需要WWOX调节,同时涉及到转录子RUNX2。骨肉瘤中RUNX2的表达严重失调[27]。在缺乏WWOX的小鼠骨组织中RUNX2的mRNA和蛋白含量增加,并且用能控制WWOX水平的骨肉瘤细胞系,研究证明它们呈负相关,因此WWOX-RUNX2的相互作用可能在骨肉瘤的发生发展中发挥着重要作用[28]。2.6 miRNAs
miRNAs(microRNAs)是非编码小RNAs,通常仅含18-25个核苷酸,它们通过碱基互补配对的方式识别靶mRNA,并根据互补程度不同指导沉默复合体降解靶mRNA或阻遏靶mRNA的翻译。miRNAs表达的改变与骨肉瘤的耐药性以及凋亡、浸润和迁移相关。2.6.1 14q32 miRNAs-cMYC相互作用cMYC是
骨肉瘤发病机制的重要组成部分,在大多数骨肉瘤患者中此原癌基因都高度表达,约30%的骨肉瘤cMYC基因座扩增。cMYC过量表达的原因是miRNAs和相关的基因调控网络失调。Thayanithy等[29]介绍了骨肉瘤中一个新的调控网络,包括14q32 miRNAs、cMYC和miR-17-92,并证明14q32 miRNAs(miR-544、miR-369-3p、miR-134和miR-382)共同作用使cMYC不稳定,然后控制了miR-17-92 miRNAs的表达。
14q32 miRNAs网脱调节是骨肉瘤发病的一个重要机制,因为:(1)通过基因异位的方法使14q32 miRNAs表达调节恢复正常或降低miR-17-92聚集性能够促进骨肉瘤细胞凋亡;(2)当成骨细胞进行分化时14q32 miRNAs含量增高;(3)阻断14q32 miRNAs促进成骨细胞瘤变。这些发现指出14q32 miRNAs可以被看作抑癌基因,它们的表达水平和成骨细胞的分裂能力呈负相关,因此丢失14q32 miRNAs可归于骨肉瘤发病的诱发因素[29]。在原发性骨肉瘤患者中发现14q32 miRNAs和cMYC也呈负相关,因此,cMYC水平增高会对细胞正常生理产生严重负面影响。在骨肉瘤细胞中降低cMYC水平能够促进其凋亡,这可能是通过提高p27kip1水平实现的;相反,诱导cMYC可以激活miR-17-92 miRNAs的转录子并提升miR-17-92水平,导致细胞分裂异常甚至逃逸凋亡[30]。研究[30]证明通过减少14q32 miRNAs表达来稳定cMYC可导致miR-17-92水平提升。骨肉瘤细胞中表达cMYC cDNA能够减弱14q32 miRNAs促凋亡的作用。这些结果表明对于逃逸凋亡14q32降低是必要的。2.6.2 miRNA-29a
包括miRNA-29a、miRNA-29b和miRNA-29c在内的miRNA-29家族成员都参与横纹肌肉瘤和肝癌形成。研究表明在绝大多数骨肉瘤组织中miRNA-29a和miRNA-29b的表达水平都下调,在U2OS和SAOS-2成骨细胞系中miRNA-29a能够通过激活p53基因促进细胞凋亡,miRNA-29a的这一作用依赖于p53的表达水平。此外,在多种肿瘤中原癌基因Bcl-2和Mcl-1是miRNA-29的直接作用靶点,在U2OS和SAOS-2成骨细胞系中发现miRNA-29a高表达能够下调Bcl-2和Mcl-1,而miRNA-29a沉默能够增强它们的表达。另外,提高miRNA-29a的表达水平能够促进E2F1和E2F3两个抑癌基因的表达[31]。总之,miRNA-29a的沉默促进了骨肉瘤的发病。
最近研究还发现高表达miR-181a、miR-181b、miR-181c和低表达miR-16、miR-29b、miR-142-5p都和骨肉瘤的发生有关[32]。3 结语
综上所述,骨生长过快、染色体异常、抑癌基因异常、转录因子、生长因子、WWOX和miRNAs对骨肉瘤的发生发展具有重要作用,通过这些研究有助于为骨肉瘤的治疗提供理论依据。近年来,随着分子生物学和分子遗传学的快速发展,在骨肉瘤发病机制研究方面取得了很大进展,但还不能显著改善骨肉瘤的临床治疗效果。因此,我们需进一步探索骨肉瘤的发病机制,为骨肉瘤的靶向治疗寻找目标因子或基因,最终服务于临床。
[1] | Broadhead ML, Clark JC, Myers DE, et al. The molecular pathogenesis of osteosarcoma: a review[J]. Sarcoma, 2011,2011:959248. |
[2] | Cotterill SJ, Wright CM, Pearce MS, et al.Stature of young people with malignant bone tumors[J]. Pediatric Blood Cancer, 2004, 42(1):59-63. |
[3] | Longhi A, Pasini A, Cicognani A, et al. Height as a risk factor for osteosarcoma[J]. J Pediatr Hematol Oncol, 2005, 27(6):314-8. |
[4] | Marina N, Gebhardt M, Teot L, et al. Biology and therapeutic advances for pediatric osteosarcoma[J]. Oncologist,2004, 9(4):422-41. |
[5] | Tan ML, Choong PF, Dass CR. Osteosarcoma: conventional treatment vs. gene therapy[J]. Cancer Biol Ther, 2009, 8(2):106-17. |
[6] | Ta HT, Dass CR, Choong PF, et al. Osteosarcoma treatment: state of the art[J]. Cancer Metastasis Rev, 2009, 28(1-2):247-63. |
[7] | Ganjavi H, Gee M, Narendran A, et al. Adenovirus-mediated p53 gene therapy in osteosarcoma cell lines: sensitization to cisplatin and doxorubicin[J]. Cancer Gene Ther, 2006, 13(4):415-9. |
[8] | Park HR, Jung WW, Bertoni F, et al. Molecular analysis of p53, MDM2 and H-ras genes in low-grade central osteosarcoma[J]. Pathol Res Pract, 2004, 200(6):439-45. |
[9] | Hu X, Yu AX, Qi BW, et al. The expression and significance of IDH1 and p53 in osteosarcoma[J]. J Exp Clin Cancer Res, 2010, 29:43. |
[10] | Li SD, Zhang XM, Zhuo XL. Expression and relativity of Rb, Rb2/p130 gene in osteosarcoma[J]. Zhong Liu Fang Zhi Yan Jiu, 2008, 35(9):643-7.[李世德,张向敏,卓祥龙. Rb基因、Rb2/p130基因在骨肉瘤中的表达与相关性[J]. 肿瘤防治研究, 2008, 35(9):643-7.] |
[11] | Iida K, Nobori T, Matsumine A,et al. Effect of retinoblastoma tumor suppressor gene expression on chemosensitivity of human osteosarcoma cell lines[J]. Oncol Rep, 2003, 10(6):1961-5. |
[12] | Wang ZQ, Liang J, Schellander K, et al. c-fos-induced osteosarcoma formation in transgenic mice: cooperativity with c-jun and the role of endogenous c-fos[J]. Cancer Res, 1995, 55(24):6244-51. |
[13] | Leaner VD, Chick JF, Donninger H, et al. Inhibition of AP-1 transcriptional activity blocks the migration, invasion, and experimental metastasis of murine osteosarcoma[J]. Am J Pathol, 2009, 174(1):265-75. |
[14] | Shimizu T, Ishikawa T, Sugihara E, et al. c-MYC overexpression with loss of Ink4a/Arf transforms bone marrow stromal cells into osteosarcoma accompanied by loss of adipogenesis[J]. Oncogene, 2010, 29(42):5687-99. |
[15] | Hattinger CM, Stoico G, Michelacci F, et al. Mechanisms of gene amplification and evidence of coamplification in drug-resistant human osteosarcoma cell lines[J].Genes Chromosomes Cancer, 2009, 48(4):289-309. |
[16] | Xie XK, Yang DS, Ye ZM, et al. Enhancement effect of adenovirus-mediated antisense c-myc and caffeine on the cytotoxicity of cisplatin in osteosarcoma cell lines[J]. Chemotherapy, 2009, 55(6):433-40. |
[17] | Arvanitis C, Bendapudi PK, Tseng JR, et al. (18) F and (18) FDG PET imaging of osteosarcoma to non-invasively monitor in situ changes in cellular proliferation and bone differentiation upon MYC inactivation[J]. Cancer Biol Ther, 2008, 7(12):1947-51. |
[18] | Navid F, Letterio JJ, Yeung CL, et al. Autocrine transforming growth factor-βgrowth pathway in murine osteosarcoma cell lines associated with inability to affect phosphorylation of retinoblastoma protein[J]. Sarcoma, 2000, 4(3):93-102. |
[19] | Hu YS, Pan Y, Li WH, et al. Int7G24A variant of transforming growth factor-beta receptor 1 is associated with osteosarcoma susceptibility in a Chinese population[J]. Med Oncol, 2011, 28(2):622-5. |
[20] | Hu YS, Pan Y, Li WH, et al. Association between TGFBR1?6A and osteosarcoma: a Chinese case-control study[J]. BMC Cancer, 2010, 10:169. |
[21] | Wang YH, Xiong J, Wang SF, et al. Lentivirus-mediated shRNA targeting insulin-like growth factor-1 receptor (IGF-1R) enhances chemosensitivity of osteosarcoma cells in vitro and in vivo[J]. Mol Cell Biochem, 2010, 341(1-2):225-33. |
[22] | Dong J, Demarest SJ, Sereno A, et al. Combination of two insulinlike growth factor-I receptor inhibitory antibodies targeting distinct epitopes leads to an enhanced antitumor response[J]. Mol Cancer Ther, 2010, 9(9):2593-604. |
[23] | Kolb EA, Kamara D, Zhang W, et al. R1507, a fully human monoclonal antibody targeting IGF-1R, is effective alone and in combination with rapamycin in inhibiting growth of osteosarcoma xenografts[J]. Pediatric Blood Cancer, 2010, 55(1):67-75. |
[24] | Nishida T, Nakanishi T, Asano M, et al. Effects of CTGF/Hcs 24, a hypertrophic chondrocyte-specific gene product, on the proliferation and differentiation of osteoblastic cells in vitro[J]. J Cell Physiol, 2000, 184(2):197-206. |
[25] | Gagiannis S, Müller M, Uhlemann S, et al. Parathyroid hormonerelated protein confers chemoresistance by blocking apoptosis signaling via death receptors and mitochondria[J]. Int J Cancer, 2009, 125(7):1551-7. |
[26] | Berdiaki A, Datsis GA, Nikitovic D, et al. Parathyroid hormone (PTH) peptides through the regulation of hyaluronan metabolism affect osteosarcoma cell migration[J]. IUBMB Life, 2010, 62(5):377-86. |
[27] | Martin JW, Zielenska M, Stein GS, et al. The Role of RUNX2 in Osteosarcoma Oncogenesis[J]. Sarcoma, 2011, 2011: 282745. |
[28] | Del Mare S, Kurek KC, Stein GS, et al. Role of the WWOX tumor suppressor gene in bone homeostasis and the pathogenesis of osteosarcoma[J]. Am J Cancer Res, 2011, 1(5):585-94. |
[29] | Thayanithy V, Sarver AL, Kartha RV, et al. Perturbation of 14q32 miRNAs-cMYC gene network in osteosarcoma[J]. Bone, 2012, 50(1):171-81. |
[30] | Mendell JT. miRiad roles for the miR-17-92 cluster in development and disease[J]. Cell, 2008, 133(2):217-22. |
[31] | Zhang W, Qian JX, Yi HL, et al. The microRNA-29 plays a central role in osteosarcoma pathogenesis and progression[J]. Mol Biol (Mosk), 2012, 46(4):622-7. |
[32] | Jones KB, Salah Z, Del Mare S, et al. miRNA signatures associate with pathogenesis and progression of osteosarcoma[J]. Cancer Res, 2012, 72(7):1865-77. |